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INVESTIGACION SOBRE LAS PROPIEDADES DE LA YUCA, Guías, Proyectos, Investigaciones de Metodología de Investigación

.............................................

Tipo: Guías, Proyectos, Investigaciones

2021/2022

Subido el 11/09/2022

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S.E.P. TECNOLOGICO NACIONAL DE MÉXICO
INSTITUTO TECNOLÓGICO DE TUXTEPEC
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Materia:
Análisis Instrumental
Docente:
Dra. María Araceli Gallegos Vázquez
Investigación documental sobre los componentes de la
Yuca (Manihot esculenta) y métodos de obtención.
Presenta:
Carmona Francisco Yamilet
Semestre:Grupo: A
Carrera:
Ingeniería Bioquímica
San Juan Bautista Tuxtepec Oaxaca a 31 de mayo de 2022
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S.E.P. TECNOLOGICO NACIONAL DE MÉXICO

I NSTITUTO TECNOLÓGICO DE TUXTEPEC

Materia:

Análisis Instrumental

Docente:

Dra. María Araceli Gallegos Vázquez

Investigación documental sobre los componentes de la

Yuca (Manihot esculenta) y métodos de obtención.

Presenta:

Carmona Francisco Yamilet

Semestre: 4º Grupo: A

Carrera:

Ingeniería Bioquímica

San Juan Bautista Tuxtepec Oaxaca a 31 de mayo de 2022

INDICE

INTRODUCCION……………………………...

ANTECEDENTES……………………………..

OBJETIVOS……………………………………

3.1. OBJETIVO GENERAL...................................................... 5

3.2. OBJETIVO ESPECIFICO................................................. 5

4.1. YUCA................................................................................. 5

4.2. TAXONOMIA..................................................................... 6

4.3. NOMBRES COMUNES DE LA YUCA............................. 7

4.3.A. NOMBRES AMERICANOS......................................... 7

4.3.B. NOMBRES COMUNES EN CADA REGION DE MEXICO

4.4. PRODUCCION DE LA YUCA (Axayacatl, 2022)............ 8

4.4.A. ESTADOS PRODUCTORES DE YUCA EN MEXICO..... 8

4.4.B. PRODUCCION MUNDIAL DE LA YUCA...................... 9

4.5. ANALISIS QUIMICO PORCENTUAL DE LA YUCA..... 10

(Ceballos & de la Cruz , 2005)........................................ 11 4.5.A. DETERMINACION DE LA MATERIA SECA Y HUMEDAD DE LA YUCA............................................................... 11 4.5.2. DETERMINACIÓN DE CARBOHIDRATOS DISPONIBLES EN LA YUCA......................................... 12 Determinación de carbohidratos totales por espectrofotometría UV (método de fenol- sulfúrico.. 13 4.5.3. DETERMINACION DE PROTEINA CRUDA DE LA YUCA .................................................................................. 15 4.5.4. DETERMINACION DE EXTRACTO ETEREO DE LA YUCA......................................................................... 18 4.5.5. DETERMINACION DE CENIZAS EN LA YUCA........... 20

En el presente documento se plasman mediante una investigación documental sobre la yuca cada uno de los temas abordados a lo largo de este semestre en la materia de Análisis Instrumental. Es utilizado como alimento principal alrededor del mundo ya que en es considerada como una de las principales fuentes de energía para 500 millones de personas en África, Asia y América. Por lo cual se ha investigado principalmente los métodos empleados para determinar cada uno de los componentes que conforman a este tubérculo.

2. ANTECEDENTES

La yuca es uno de los alimentos que podemos considerar 100% latinoamericano, pues se estima que comenzó a cultivarse hace más de 10.000 años en zonas que hoy pertenecen a Paraguay y Brasil. De ahí se propagó por todo el continente americano, y se convirtió en un alimento esencial para las culturas prehispánicas. Tal fue su importancia que se han encontrado vasijas y reliquias arqueológicas de civilizaciones como la Moche de Perú, dedicadas a este tubérculo. Además de la evidencia arqueológica, existen mitos que dan su versión fantástica de los orígenes de la yuca. El más conocido es la leyenda de Maní, una fábula de la cultura amazónica tupí. Cuenta la leyenda que una princesa tupí dio a luz a una hija blanca como la nieve que llamó Maní, pero que la pequeña murió al año de nacer. Su madre la enterró en su choza y cada noche regaba su tumba, como dictaba la costumbre. De la tumba brotó una planta, que a los pocos días dio el fruto que los nativos bautizaron “manioca”, que en la lengua tupí quería decir “casa de maní”. En Brasil y otros países de Sudamérica aún se le llama manioca o mandioca; la palabra “yuca” es legado de los indígenas taínos de las Antillas. Si bien los pueblos prehispánicos de las Américas fueron los pioneros del cultivo de la yuca, la llegada de Cristóbal Colón en el siglo XV abrió las puertas del mundo a este alimento. De Europa saltó al África y Oriente, y hoy por hoy es uno de los cinco productos agrícolas más cultivados y consumidos en la tierra. (Constanza, O., 2019)

3. OBJETIVOS

3.1. OBJETIVO GENERAL

 Conocer los métodos de obtención de los componentes de los alimentos.

3.2. OBJETIVO ESPECIFICO

 Conocer los componentes de la yuca y aplicar el método de obtención adecuado para cada uno de sus componentes.

4. MARCO TEORICO

4.1. YUCA

La yuca, también llamada mandioca, es un tubérculo originario del área tropical de América debido a que se cultiva en condiciones de calor y humedad principalmente, aunque también se adapta muy bien a climas adversos y resulta un cultivo de bajo costo económico pues hasta puede rendir muy bien con poca agua. Las raíces de yuca o tubérculos se consumen como la patata o la batata, pero a diferencia de éstas hortalizas la yuca tiene más de un 90% de almidón en su interior y es muy pobre en proteínas y grasas como señala un estudio publicado en la Nigerian Journal of Science. Asimismo, si bien aporta algunas vitaminas y minerales como la vitamina C, calcio vitaminas del complejo B y potasio, su riqueza en micronutrientes es escasa y más aún en el tubérculo en sí, pues sus hojas tienen una riqueza mucho mayor en proteínas (semejante o mayor a la soja) y otros buenos nutrientes para el organismo. Posee también un mínimo contenido en fibra y es fuente de polifenoles y taninos con efectos beneficiosos en el organismo, sobre todo por su acción antioxidante. Sin embargo, también posee glúcidos cianogénicos, es decir, que dan origen a cianuro y que por ello, cuando el consumo de yuca es crónico y en el marco de una dieta deficiente en vitaminas y minerales, puede causar desde neuropatías

Brasil se distingue la yuca dulce (aipi) de la amarga (mandioca). Otros nombres en otros idiomas son: cassava, manioc, manioca, tapioca, suahili, mhogo y omowgo. El nombre científico de la yuca fue dado originalmente por Cranzt, en 1766. Posteriormente, la yuca fue clasificada (Pohl, 1827, y Pax, 1910) como dos especies diferentes, dependiendo de si se trataba de yuca amarga M. utilissima o dulce M. aipi. Sin embargo, el italiano Ciferri (1938) reconoció que para el nombre científico de la yuca debía dársele prioridad al trabajo de Crantz en el que se propone su nombre actual M. esculenta. Allem (1994) propone que la especie M. esculenta sea dividida en tres subespecies: M. esculenta, M. flavellifolia y M. peruviana. Este autor sugiere que las dos últimas subespecies son formas silvestres de la versión cultivada M. esculenta subesp. esculenta. (Ceballos & de la Cruz , 2005)

4.3. NOMBRES COMUNES DE LA YUCA

La yuca o mandioca (Manihot esculenta) es conocida con varios nombres dependiendo de la región o país donde se produzca este cultivo. 4.3.A. NOMBRES AMERICANOS Montaldo A., 1985 Menciona que el cultivo de la Manihot esculenta Crantz es conocida por varios nombres dependiendo la región de producción: Yuca (en Taíno, la raíz tuberosa); Yucubía (en taíno, la planta). Con el nombre de yuca es conocida en Venezuela, Colombia, Panamá, Ecuador, Perú, Bolivia, Puerto Rico, Cuba, Santo Domingo, C. Rica, Salvador, Honduras, Nicaragua. Como mandioca (en tupí, la raíz tuberosa; Mandíba (en tupí, la planta); Mandió (en guaraní en Estuario del Plata); Mandioc (en guaraní del Brasil).

Mandioca, en Argentina, Uruguay, Paraguay y Brasil; Macaxeira en Brasil; Aipim, Aipi en Brasil (solo para los cultivares de raíces dulces); mañoco en Puerto Rico; caxcamote en Guatemala. 4.3.B. NOMBRES COMUNES EN CADA REGION DE MEXICO Martínez M, 1994 Coshquehui y Ko’chka’hui en la región de El Tajín, Ver. (lengua totonaca); Cuauh – camotli (lengua azteca); Guacamote; Guu – yaga, Gu – yaga en Oaxaca(lengua zapoteca); Huacamote, Huacamotl; Tssim, Ts’im, Ts’iin en Yucatán(lengua maya); Tzin(lengua lacandona, Monte Líbano, Chis.); yuca, yuca amarga, yuca brava; yuca mansa (Yucatán); yuca blanca(región del Tajín, Ver.); Tinché en el SE de San Luis Potosí(lengua huasteca); y Cuacamojtli también en el SE de S. L. P.

4.4. PRODUCCION DE LA YUCA (Axayacatl, 2022)

4.4.A. ESTADOS PRODUCTORES DE YUCA EN MEXICO

En 2020 el estado de Tabasco fue el principal productor de yuca en México con 20,127 toneladas (75.4%), seguido por Michoacán con 3,744 toneladas (14.0%) y Morelos con 2,159 toneladas (8.1%), por lo que estas 3 entidades representaron el 97.5% de la producción nacional. Tabasco, Morelos y Michoacán fueron los estados con mayor superficie cosechada, con 1,764, 166 y 107 hectáreas, respectivamente, es decir, el 83.8%, 7.9% y 5.1% del total nacional. Mientras que Michoacán, México y Morelos tuvieron el mayor rendimiento promedio, con 35.1, 13.8 y 13.4 toneladas por hectárea. En cuanto al valor de la producción, el estado de Tabasco generó 78 millones de pesos (77.1%), seguido por Michoacán con 10 millones de pesos (10.1%) y Morelos con 9 millones de pesos (8.5%), siendo el valor total de la producción nacional de yuca de 101 millones de pesos.

Figura 3. Principales países productores de yuca en los últimos 5 años. (Meneses, 2018)

4.5. ANALISIS QUIMICO PORCENTUAL DE LA YUCA

Sin duda alguna, el principal valor económico del cultivo de la yuca depende de sus raíces. La raíz de la yuca, por ser el órgano de almacenamiento de energía, tiene diversos usos en la alimentación humana, animal y en la extracción de almidones. En la siguiente tabla se presenta un resumen de las principales características químicas de las raíces de yuca. Una gran proporción del contenido de las raíces lo constituyen los carbohidratos disponibles. Comparada con otras fuentes de energía, como el maíz, las raíces de yuca tienen relativamente un menor contenido de proteínas (2%-3% contra 8%- 10% del maíz). Esta diferencia en el contenido de proteínas es lo que justifica que la harina de yuca, cuando es utilizada para la formulación de alimentos, deba tener un costo de, aproximadamente, 70% del maíz.

Tabla 1. Composición química de la yuca completa y sin cascara (base seca). Componentes Contenido (%) Raíz con cascara Raíz sin cascara Materia seca 100 100 Carbohidratos disponibles 83.80 93. Proteína cruda 3.05 1. Extracto etéreo 1.04 0. Ceniza 2.45 2. Fibra detergente neutra 6.01 3. Fibra detergente ácida 4.58 1. Hemicelulosa 1.16 1. (Ceballos & de la Cruz , 2005) 4.5.A. DETERMINACION DE LA MATERIA SECA Y HUMEDAD DE LA YUCA El contenido en materia seca —abreviado como contenido MS— o contenido en extracto seco, es la proporción porcentual de sólidos en una mezcla sólida; cuanto más alta sea esta proporción, más seca será la mezcla. Asimismo, la unidad del contenido MS es [% p/p]. Material:  Estufa de Desecación  Tara (Depósito de aluminio o Bolsa de papel) a peso constante.  Desecador de Vidrio  Muestra  Balanza Analítica ó Granataria Procedimiento:

  1. Se coloca la Tara en la Estufa Desecadora por 10 min. y se retira para colocarse en un Desecador de Vidrio otros 10 min, con el fin de obtener su peso constante.
  2. Se pesa la Tara y se anota su peso constante en la Hoja de registro.
  3. Posteriormente, se coloca sobre ésta de 100 a 150 gr de la muestra^1
  4. Se coloca en la Estufa de Desecación de 55 – 60°C, durante 48 a 72 horas dependiendo del tipo de muestra.

 Determinación de carbohidratos totales por espectrofotometría UV (método de fenol- sulfúrico. El método de fenol-ácido sulfúrico es un método colorimétrico simple y rápido para determinar los carbohidratos totales en una muestra. El método detecta virtualmente, todas las clases de hidratos de carbono, incluyendo los monosacáridos, disacáridos, oligosacáridos y polisacáridos. Aunque el método detecta prácticamente todos los carbohidratos, la absortividad de los diferentes grupos de hidratos de carbonos varia. Por consiguiente, a menos que se conozca que muestra solo contiene un tipo de carbohidrato, se deben expresar los resultados, arbitrariamente, en términos de un hidrato de carbono dado. En el presente método, el ácido sulfúrico concentrado degrada cualquier polisacárido, oligosacárido y disacárido a monosacárido. Las pentosas (compuestos de 5 carbonos) son seguidamente deshidratadas para dar furfural y las hexosas (compuestos de 6 carbonos) a hidroximetilfurfural. A continuación, estos compuestos reaccionan con el fenol produciendo una coloración amarillo- dorada. Para los productos con un contenido muy alto de xilosa (una pentosa), tales como el trigo o el salvado de maíz, debería utilizarse la xilosa para elaborar la curva de calibrado para el ensayo y medirse la adsorción a 480 nm. Para los productos con alto contenido de azucares de la familia de las hexosas, se utiliza habitualmente la glucosa para construir la curva de calibrado y se mide a 490 nm, la coloración desarrollada en esta reacción es estable durante varias horas y, bajo las condiciones adecuadas, la exactitud del método queda dentro de un ± 2% Materiales y equipos Reactivos:  Espectrofotómetro  Ácido sulfúrico concentrado  Balanza analítica  Disolución de fenol al 5% en agua  Matraces volumétricos

 Patrón de glucosa, de 100 mg/L  Pipetas volumétricas  Vasos químicos Procedimiento

  1. Disolución de la muestra: se pesan con exactitud de 0.2-0.3 g de muestra seca molida. La muestra se homogeniza con 25 mL de agua aproximadamente (hasta que se disuelva), y se coloca en un matraz volumétrico de 100 mL y se afora y si es necesario se filtra.
  2. Preparación de la curva de Patrón: se preparan tubos como se indica en la tabla y se le agregan los reactivos necesarios.
  3. Mezcle los tubos de ensayo. Deje reposar los tubos durante 20 minutos en un balo de agua a 25° C, para llevarlos a temperatura ambiente.
  4. Agite nuevamente los tubos de ensayo por vibración, antes de la lectura absorbancia. Se lee a una absorbancia de 490 nm.
  5. Construya la curva de calibración de la determinación de carbohidratos totales expresada en términos de mg de glucosa/L. Tabla 2. Preparación de las disoluciones de glucosa y las muestras. Tubo Patrón de glucosa (mL) Muestra (mL) Agua (mL) Fenol 5% (mL) H 2 SO 4 conc. (mL) B 0.0 0.0 2.0 1.0 5. 1 0.2 0.0 1.8 1.0 5. 2 0.4 0.0 1.6 1.0 5. 3 0.6 0.0 1.4 1.0 5. 4 0.8 0.0 1.2 1.0 5. 5 1.0 0.0 1.0 1.0 5. Muestra n 0.0 0.5 1.5 1.0 5. Muestra n 0.0 1.5 0.5 1.0 5. Muestra n 0.0 2.0 0.0 1.0 5.

al tiempo indicado, se apaga la muestra y se deja enfriar sin apagar el extractor aproximadamente 30 min. SEGUNDA FASE “DESTILACIÓN” Material:  Matraz Kjeldahl con la muestra digerida y fría  1 matraz de precipitado de 600 ml  300 ml de agua destilada  1 matraz Erlenmeyer de 500ml  10 gotas de Indicador de Rojo de Metilo  2 vasos de precipitado de 50Ml  50 ml de H 2 BO 4 (Ácido Bórico) al 4%  40 ml de NaOH (Hidróxido de Sodio) al 40%  3 escamas de Zinc. Procedimiento:

  1. Al Matraz Kjeldahl con la muestra digerida y fría, se le agregan 300 ml de agua destilada.
  2. Al Matraz Erlenmeyer se le agregan las 10 gotas de Indicador de Rojo de Metilo y los 50 ml de H 2 BO 4 (Ácido Bórico) al 4%, obteniendo un color fucsia.
  3. En el otro vaso de precipitado de 50 ml, se agregan los 40 ml de NaOH (Hidróxido de Sodio) al 40% ( y se aparta ).
  4. Se coloca el Matraz Erlenmeyer en la parte inferior del Aparato Kjeldahl (Destilador), introduciendo el tubo de vidrio hasta el fondo del Matraz.
  5. Se coloca el Matraz Kjeldahl en la parte superior del Aparato Kjeldahl (Destilador), colocando la trampa (sin cerrar) y agregando las 3 Escamas de Zinc y los 40 ml de NaOH (Hidróxido de Sodio) al 40%.
  6. Asegurándose que la trampa esté perfectamente bien colocada y cerrada para evitar el escape de Nitrógeno.
  7. A continuación, cerciórese de abrir la llave del agua.
  1. Enciéndase a una temperatura de 6 a 7, (si existe aumento de espuma en la muestra al comienzo de la ebullición se puede bajar a la temperatura).
  2. Es importante señalar, que cuando caiga la primera gota del contenido al Matraz Erlenmeyer debe de tornarse de color fiusha a color amarillo, en caso de que no sea así, apague, retire todo y deberá regresar a la primera fase.
  3. En el caso que torne a color amarillo, deberá recuperar 200 ml de contenido.
  4. Después de recuperar los 200 ml de contenido, apague la muestra e inmediatamente retire el Matraz Erlenmeyer del Destilador y continúe con la siguiente fase. TERCERA FASE “TITULACIÓN” Material:  Matraz Erlenmeyer con los 200 ml de contenido recuperado.  Bureta Automática  HCL (Ácido Clorhídrico) al 0.1 de Normalidad Procedimiento:
  5. Se llena la Bureta Automática con HCL (Ácido Clorhídrico) al 0.1 de Normalidad.
  6. Se coloca el Matraz Erlenmeyer con los 200 ml de contenido recuperado debajo de la Bureta Automática, y se deja caer gota a gota el HCL (Ácido Clorhídrico).
  7. El contenido del Matraz Erlenmeyer debe de tornar de amarillo a fucsia, en este momento se detiene el goteo y se anota en la hoja de registro el total de mililitros utilizados de HCL (Ácido Clorhídrico).
  8. Por último, se determina el Porcentaje de Proteína Cruda con la siguiente formula:
  1. Se pesan de 3 a 5grs de la muestra ya desecada y se coloca en un Dedal o Cartucho.
  2. Se lleva el dedal o cartucho a la cámara de muestras de soxhlet.
  3. Al matraz fondo de balón plano se le agregan 400 ml de éter de petróleo o más ya sea el caso.
  4. A continuación, cerciórese de abrir la llave del agua, para que circule por el refrigerante y evite la evaporación rápida del éter.
  5. Encienda el calentador a una temperatura de 6 y deje la muestra de 6 a 8 horas. (dependiendo del tipo de muestra) a partir de que empiece la ebullición.
  6. Después de transcurrido el tiempo indicado, saque el dedal o cartucho, llevándolo a la estufa desecadora durante 24 horas.
  7. Ya que el dedal o cartucho esté completamente seco, sáquelo y llévelo al desecador de vidrio durante 10 min.
  8. Pese el dedal o cartucho y registre el peso en la hoja de registro.
  9. Por último, se determina el porcentaje de extracto etéreo con la siguiente formula: Donde: Pcs = Peso del cartucho solo Pc + MD = Peso de cartucho más Muestra Desgrasada gr. m = Gramos de muestra MS = Materia Seca % EE BS al 100% = Porcentaje de Extracto Etéreo en Base Seca al 100%

% EE BS al 90% = Porcentaje de Extracto Etéreo en Base Seca al 90% % EE BH = Porcentaje de Extracto Etéreo en Base Húmeda Figura 5. Equipo extractor de grasas goldfish gf- Fuente: https://equiponovatech.com/producto/equipo-extractor-de-grasas-goldfish-gf-6/ 4.5.5. DETERMINACION DE CENIZAS EN LA YUCA Material:  Mufla  Crisol de Porcelana  1.5 gr. de Muestra Procedimiento:

  1. Se coloca el Crisol en la Estufa Desecadora por 10 min. y se retira para colocarse en un Desecador de Vidrio otros 10 min, con el fin de obtener su peso constante.
  2. Posteriormente, se pesa el Crisol y se anota el peso en la Hoja de registro.
  3. Se le agregan 1.5 gr. de la muestra ya desecada al Crisol y se lleva a la Mufla a una temperatura de 550°C, durante 4 horas.
  4. Al cumplir el tiempo, se apaga y se deja enfriar (sin sacar la muestra de la mufla).
  5. Una vez que se haya enfriado, se debe sacar con las Pinzas Metálicas, llevándola a la Estufa Desecadora por 10 min, para después colocarla en